Progress in Plant Protection

The use of selected molecular biology techniques for the detection of Tomato black ring virus in plant sap
Zastosowanie wybranych technik biologii molekularnej do wykrywania wirusa czarnej pierścieniowej plamistości pomidora (Tomato black ring virus) w soku roślinnym

Beata Hasiów-Jaroszewska, e-mail: b.hasiow@iorpib.poznan.pl

Instytut Ochrony Roślin – Państwowy Instytut Badawczy, Władysława Węgorka 20, 60-318 Poznań, Polska

Daria Budzyńska, e-mail: db.budzynska@gmail.com

Instytut Ochrony Roślin – Państwowy Instytut Badawczy, Władysława Węgorka 20, 60-318 Poznań, Polska

Natasza Borodynko-Filas, e-mail: N.Borodynko@iorpib.poznan.pl

Instytut Ochrony Roślin – Państwowy Instytut Badawczy, Władysława Węgorka 20, 60-318 Poznań, Polska

Henryk Popsieszny, e-mail: H.Pospieszny@iorpib.poznan.pl

Instytut Ochrony Roślin – Państwowy Instytut Badawczy, Władysława Węgorka 20, 60-318 Poznań, Polska
Streszczenie

Tomato black ring virus (TBRV) infects a wide range of economically important plants, ornamental species and trees. The population of the virus is very diverse and the concentration of particles in plants depends on many factors such as isolate, host and climatic conditions. This causes serious problems in the development of effective and rapid methods to detect genetically diverse isolates. The methods used for the direct detection of the virus in the infected plant material, e.g. immunosorbent assays, do not always give satisfactory results. An immunocapture reverse transcription loop-mediated isothermal amplification (IC-RT-LAMP) and immunocapture real-time reverse transcription polymerase chain reaction (IC-RT-qPCR) protocols were developed for the detection of TBRV in different hosts. Eight isolates from black locus (Robinia pseudoacacia L.), one from tomato (Solanum lycopersicum cultivar Moneymaker) and one from zucchini (Cucurbita pepo convar. giromontiina cultivar Astra Polka) were tested. Both methods enabled sensitive, reproducible and specific detection of TBRV in infected plants.


Wirus czarnej pierścieniowej plamistości pomidora (Tomato black ring virus, TBRV) poraża szeroki zakres roślin gospodarczo ważnych, rośliny ozdobne oraz drzewa. Populacja wirusa jest bardzo zróżnicowana, a stężenie cząstek w roślinach zależy od takich czynników, jak: izolat, gospodarz i warunki klimatyczne. Powoduje to istotne problemy w opracowywaniu skutecznych i szybkich metod umożliwiających wykrywanie zróżnicowanych genetycznie izolatów wirusa. Stosowane dotychczas techniki do bezpośredniego wykrywania wirusa w porażonym materiale roślinnym, np. test immunoenzymatyczny ELISA, nie zawsze dawały zadowalające rezultaty. Opracowano warunki łańcuchowej reakcji polimerazy w czasie rzeczywistym (poprzedzonej odwrotną transkrypcją) oraz izotermicznej amplifikacji kwasów nukleinowych w połączeniu z serologicznym zagęszczaniem cząstek wirusa z soku roślinnego. Do badań wykorzystano 8 izolatów z robinii akacjowej (Robinia pseudoacacia L.) oraz jeden z pomidora (Solanum lycopersicum odmiana Moneymaker) i jeden z cukinii (Cucurbita pepo convar. giromontiina odmiana Astra Polka). Obie metody wykrywały wirusa w specyficzny i czuły sposób w zainfekowanych roślinach.

Słowa kluczowe
TBRV; detection; IC-RT-qPCR; IC-RT-LAMP; diagnostyka
Referencje

Almasi M.A., Hosseyni-Dehabadi S.M., Aghapour-Ojaghkandi M. 2014. Comparison and evaluation of three diagnostic methods for detection of Beet curly top virus in sugar beet using different visualizing systems. Applied Biochemistry and Biotechnology 173 (7): 1836–1848.

Almasi M.A., Moradi A., Nasiri J., Karami S., Nasiri M. 2012. Assessment of performance ability of three diagnostic methods for detection of Potato leafroll virus (PLRV) using different visualizing systems. Applied Biochemistry and Biotechnology 168 (4): 770–784.

Borodynko N., Hasiów-Jaroszewska B., Rymelska N., Pospieszny H. 2011. Występowanie wirusa czarnej pierścieniowej plamistości pomidora (Tomato black ring virus) w Polsce. [Occurrence of Tomato black ring virus in Poland]. Progress in Plant Protection/Postępy w Ochronie Roślin 51 (4): 1603–1611.

Clark M.F., Adams A.N. 1977. Characterization of the microplate method of enzyme-linked immunosorbent assay for detection of plant viruses. Journal of General Virology 34 (3): 475–483.

Digiaro M., Elbeaino T., Martelli G.P. 2007. Development of degenerate and species-specific primers for the differential and simultaneous RT-PCR detection of grapevine-infecting nepoviruses of subgroups A, B and C. Journal of Virological Methods 141 (1): 34–40.

Digiaro M., Yahyaoui E., Martelli G.P., Elbeaino T. 2015. The sequencing of the complete genome of a Tomato black ring virus (TBRV) and of the RNA2 of three Grapevine chrome mosaic virus (GCMV) isolates from grapevine reveals the possible recombinant origin of GCMV. Virus Genes 50 (1): 165–171.

Fukuta S., Ohishi K., Yoshida K., Mizukami Y., Ishida A., Kanbe M. 2004. Development of immunocapture reverse transcription loop-mediated isothermal amplification for the detection of Tomato spotted wilt virus from chrysanthemum. Journal of Virological Methods 121 (1): 49–55.

Giersch T. 1986. Studies on the concentration and distribution of virus in TRSV infected tobacco plants (N. tabacum cv. Xanthi-nc). Mededelingen van de Faculteit Landbouwwetenschappen Rijksuuniversiteit Gent 51: 855–863.

Harper S.J., Delmiglio C., Ward L.I., Clover G. 2011. Detection of Tomato black ring virus by real-time one-step RT-PCR. Journal of Virological Methods 171 (1): 190–194.

Harrison B.D. 1964. Specific nematode vectors for serologically distinctive forms of Raspberry ringspot and Tomato black ring viruses. Virology 22 (4): 544–550.

Harrison B.D., Mowat W.P., Taylor C.E. 1961. Transmission of a strain of Tomato black ring virus by Longidorus elongatus (Nematoda). Virology 14 (4): 480–485.

Harrison B.D., Murant A.F. 1977. Nematode transmissibility of pseudo-recombinant isolates of tomato black ring viruses. Annals of Applied Biology 86 (2): 209–212.

Hasiów-Jaroszewska B., Borodynko N., Figlerowicz M., Pospieszny H. 2012. Two types of defective RNAs arising from the Tomato black ring virus genome. Archives of Virology 157 (3): 568–572.

Hasiów-Jaroszewska B., Budzyńska D., Borodynko N., Pospieszny H. 2015a. Rapid detection of genetically diverse Tomato black ring virus isolates using Reverse Transcription Loop-Mediated Isothermal Amplification. Archives of Virology 160 (12): 3075–3078.

Hasiów-Jaroszewska B., Pospieszny H. 2008. Zmienność genetyczna RNA wirusów w aspekcie ich diagnostyki i właściwości biologicznych. Na pograniczu chemii i biologii. Tom XX. Wydawnictwo Naukowe UAM w Poznaniu: 27–40.

Hasiów-Jaroszewska B., Rymelska N., Borodynko N. 2015b. LNA probe-based assay for the detection of Tomato black ring virus isolates. Molecular and Cellular Probes 29 (1): 78–80.

Jończyk M., Le Gall O., Pałucha A., Borodynko N., Pospieszny H. 2004. Cloning and sequencing of full-length cDNAs of RNA1 and RNA2 of a Tomato black ring virus isolate from Poland. Archives of Virology 149 (4): 799–807.

Kaiser W.J., Bock K.R., Guthrie E.J., Meredith G. 1978. Occurrence of tomato black ring virus in potato cultivar in Kenya. Plant Disease Reporter 62 (12): 1088–1092.

King A., Adams M., Carstens E., Lefkowitz E. 2012. Family Secoviridae. Classification and Nomenclature of Viruses. Ninth Report of the International Committee of Taxonomy of Viruses. Virus Taxonomy: 881–889.

Lee M., Lin Y., Lai G., Lai S., Chen H., Wang M. 2011. One-step reverse-transcription loop-mediated isothermal amplification for detection of infectious bursal disease virus. Canadian Journal of Veterinary Research = Revue canadienne de recherche vétérinaire 75 (2): 122–127.

Ling K., Wechter W.P., Jordan R. 2007. Development of a one-step immunocapture real-time TaqMan RT-PCR assay for the broad spectrum detection of Pepino mosaic virus. Journal of Virological Methods 144 (12): 65–72.

Lister R.M., Murant A.F. 1967. Seed-transmission of nematode-borne viruses. Annals of Applied Biology 59 (1): 49–62.

Oncino C., Hemmer O., Fritsch C. 1995. Specificity in the association of Tomato black ring virus satellite RNA with helper virus. Virology 213 (1): 87–96.

Pospieszny H., Borodynko N. 2005. First report of Tomato black ring virus (TBRV) in the natural infection of zucchini. Journal of Plant Protection Research 45 (4): 321–325.

Pospieszny H., Hasiów-Jaroszewska B., Rymelska N., Borodynko N. 2012. Zastosowanie techniki IC real-time RT-PCR do wykrywania wirusa nekrozy pomidora (ToTV) w siewkach z porażonych nasion. [Using the IC real-time RT-PCR technique for the detection of Tomato torrado virus (ToTV) in tomato seedling from infected seeds]. Progress in Plant Protection/Postępy w Ochronie Roślin 52 (3): 515–517.

Rowhani A., Maningas M.A., Lile L.S., Daubert S.D., Golino D.A. 1995. Development of a detection system for viruses of woody plants based on PCR analysis of immobilized virions. Phytopathology 85: 347–352.

Rymelska N., Borodynko N., Pospieszny H., Hasiów-Jaroszewska B. 2013. Analysis of the biological and molecular variability of the Polish isolates of Tomato black ring virus (TBRV). Virus Genes 47 (2): 338–346.

Sastry K.S.M. 1966. Occurrence of Tomato black ring virus in India. Indian Journal of Microbiology 6: 23–26.

Smith K.M. 1946. Tomato black-ring: a new virus disease. Parasitology 37: 126–130.

Steinkellner H., Himmler G., Sagl R., Mattanovich D., Katinger H. 1992. Amino-acid sequence comparison of nepovirus coat proteins. Virus Genes 6 (2): 197–202.

Šneideris D., Zitikaitė I., Žižytė M., Grigaliūnaitė B., Staniulis J. 2012. Identification of nepoviruses in tomato (Lycopersicon esculentum Mill.). Zemdirbyste Agriculture 99 (2): 173–178.

Trzmiel K., Lewandowska M. 2015. Detection and discrimination of European isolates of Soil-borne wheat mosaic virus using immunocapture real-time reverse transcription-polymerase chain reaction. Journal of Virological Methods 225: 55–58.

Twardowicz-Jakusz A. 1969. Badania diagnostyczne nad czarną pierścieniową plamistością pomidora. Biuletyn Instytutu Ochrony Roślin 44: 123–136.

Wei T., Clover G. 2008. Use of primers with 50 non-complementary sequences in RT-PCR for the detection of nepovirus subgroups A and B. Journal of Virological Methods 153 (1): 16–21.

Yang J.-G., Wang F.-L., Chen D.-X., Shen L.-L., Qian Y.-M., Liang Z.-Y., Zhou W.-C., Yan T.-H. 2012. Development of a one-step immunocapture real-time RT-PCR assay for detection of Tobacco mosaic virus in soil. Sensors 12 (12): 16685–16694.

Yücel S., Canan C., Melike Y., Raziye C., Yesim A. 2008. Tomato pathology in Turkey. The European Journal of Plant Science and Biotechnology 2 (1): 38–47.

Zarzyńska A., Jeżewska M., Trzmiel K., Hasiów-Jaroszewska B. 2014. Development of a one-step immunocapture real-time RT-PCR assay for the detection of Barley stripe mosaic virus strains in barley seedlings. Acta Virologica 58 (1): 81–85.

Zhang J., Borth W., Lin B., Dey K., Melzer M., Shen H., Pu X., Sun D., Hu J. 2016. Deep sequencing of banana bract mosaic virus from flowering ginger (Alpinia purpurata) and development of an immunocapture RT-LAMP detection assay. Archives of Virology 161 (7): 1783–1795.

Progress in Plant Protection (2016) 56: 462-467
Data pierwszej publikacji on-line: 2016-12-16 14:27:19
http://dx.doi.org/10.14199/ppp-2016-072
Pełny tekst (.PDF) BibTeX Mendeley Powrót do listy